Técnicas de Laboratorio para la Ecología y Biología Molecular

Capacitar a los participantes en la aplicación integrada de las principales técnicas de laboratorio molecular y herramientas bioinformáticas, permitiéndoles generar, analizar e interpretar datos genéticos para resolver problemas reales en ecología, evolución, conservación y gestión ambiental.

Semana 1: introducción y bioseguridad molecular.

• Teoría (1h): ¿Qué es la Ecología Molecular? Repaso express del Dogma Central adaptado a sistemas ecológicos.
• Discusión (1h): presentación del proyecto “CSI Ecológico”. Diseño de muestreo no invasivo (heces, pelos, eDNA).
• Laboratorio (2h): pipeteo de precisión, bioseguridad, preparación de reactivos y buffers de lisis.

Semana 2: extracción de DNA de muestras ambientales.

• Teoría (1h): química de la lisis celular, desnaturalización de proteínas e inhibidores de campo (ácidos húmicos en suelo, taninos en plantas).
• Discusión (1h): métodos fenol-cloroformo vs. columnas de sílice (Kits comerciales). ¿Cuál elegir según el presupuesto y la muestra?
• Laboratorio (2h): extracción de DNA de muestras biológicas asignadas (tejido vegetal y/o animal recolectado en el campus).

Semana 3: espectrofotometría y control de calidad.

• Teoría (1h): principios de absorción de luz por ácidos nucleicos (Nanodrop). Ratios 260/280 y 260/230.
• Discusión (1h): resolución de problemas: ¿Qué significa si mi muestra tiene un ratio de 1.2? (contaminación proteica).
• Laboratorio (2h): cuantificación del DNA extraído en la Semana 2. Registro de concentraciones e impurezas.

Semana 4: visualizando lo invisible (electroforesis).

• Teoría (1h): migración de macromoléculas en campos eléctricos. Matrices de agarosa y fluoróforos intercalantes.
• Discusión (1h): diagnóstico visual de geles: DNA íntegro vs. DNA degradado (smear).
• Laboratorio (2h): preparación de geles de agarosa al 1%, siembra de muestras y corrida electroforética del DNA genómico.

Semana 5: marcadores ecológicos y diseño de cebadores (Primers).

• Teoría (1h): el genoma mitocondrial (COI, Cytb) vs cloroplastidial (rbcL, matK) vs ribosomal (16S, ITS). Termodinámica básica.
• Discusión (1h): ¿por qué el citocromo c oxidasa I (COI) es el “código de barras” universal para animales?
• Laboratorio Computacional (2h): uso de Primer-BLAST. Diseño in silico de cebadores específicos para la muestra del CSI Ecológico.

Semana 6: la reacción en cadena de la polimerasa (PCR).

• Teoría (1h): componentes de la PCR (Taq, dNTPs, MgCl2, Buffer). Ciclos térmicos.
• Discusión (1h): pptimización de PCR: ¿qué hacer si hay bandas inespecíficas o no hay amplificación?
• Laboratorio (2h): preparación de Master Mix, alícuotas y montaje en el termociclador de las muestras del proyecto.

Semana 7: polimorfismos de restricción (RFLP).

• Teoría (1h): enzimas de restricción (las tijeras bacterianas). Mapas de restricción.
• Discusión (1h): predicción de cortes simulados usando la herramienta NEBcutter.
• Laboratorio (2h): digestión enzimática rápida de un plásmido o producto de PCR de control para observar diferencias de fragmentos.

Semana 8: confirmación de amplificación y transición digital (Midterm)

• Teoría (1h): bases de la secuenciación de Sanger. Electroferogramas.
• Discusión (1h): evaluación de medio término (discusión oral de los resultados de laboratorio hasta ahora).
• Laboratorio (2h): electroforesis de los productos de PCR de la Semana 6. Envío simulado de las bandas positivas al centro de secuenciación.

Semana 9: identidad molecular (BLAST y BOLD)

• Teoría (1h): bases de datos. Diferencia entre curaduría estricta (BOLD) y repositorios abiertos (GenBank).
• Discusión (1h): análisis crítico de la calidad de secuencias recibidas (simuladas por el profesor a partir de sus éxitos de PCR).
• Laboratorio Computacional (2h): búsqueda e identificación de las secuencias del “CSI Ecológico” usando BLASTn paramétrico y BOLD Systems.

Semana 10: alineamiento múltiple de secuencias (MSA).

• Teoría (1h): homología. Matrices de sustitución y penalización de Gaps (eventos Indel en evolución).
• Discusión (1h): descarga de secuencias de referencia (congruentes con la ecología local) para comparar con nuestra muestra.
• Laboratorio Computacional (2h): ejecución y edición de un alineamiento múltiple usando MEGA o AliView.

Semana 11: filogenia evolutiva y conservación.

• Teoría (1h): modelos de sustitución nucleotídica. Métodos de Verosimilitud (ML). Bootstrap.
• Discusión (1h): aplicación ecológica: diversidad filogenética (PD) para decidir áreas protegidas.
• Laboratorio Computacional (2h): reconstrucción del árbol filogenético con las muestras del proyecto y especies de referencia (Outgroups).

Semana 12: genética de poblaciones espacial.

• Teoría (1h): frecuencias alélicas, índice Fst, barreras geográficas y flujo génico.
• Discusión (1h): ¿cómo el cambio climático o las carreteras fragmentan el flujo génico? (estudio de caso).
• Laboratorio Computacional (2h): análisis exploratorio de una matriz de distancias genéticas provista por el profesor.

Semana 13: redes de haplotipos (la analogía espacial).

• Teoría (1h): evolución reticulada vs bifurcada. Concepto de haplotipo mitocondrial.
• Discusión (1h): “actividad desenchufada”: el monje copista y construcción de una red manual en la pizarra.
• Laboratorio Computacional (2h): preparación de metadatos espaciales y formatos .nex (NEXUS) para software de redes.

Semana 14: filogeografía visual con PopART.

• Teoría (1h): interpretación ecológica de topologías (expansión en estrella vs aislamiento en mancuerna).
• Discusión (1h): hipótesis de refugios pleistocénicos o cuellos de botella poblacionales.
• Laboratorio Computacional (2h): generación y diseño de redes de haplotipos en software como PopART con los datos poblacionales del proyecto.

Semana 15: clínica de datos (proyecto final).

• Sesión completa (4h): trabajo autónomo supervisado. Los estudiantes estructuran su reporte. Unifican fotos de geles (extracción, PCR), capturas de BLAST, árboles filogenéticos y redes poblacionales. El instructor actúa solo como consultor.

Semana 16: simposio de ecología molecular forense.

• Sesión completa (4h): presentación de casos. Cada equipo asume el rol de perito molecular. Deben presentar la identificación de la especie, de qué zona geográfica proviene (redes) y defender si los resultados de laboratorio respaldan una sanción ambiental o no.

Danna Valentina Amaya Correa

604 444 05 55 Ext 1515

Damaya@ces.edu.co

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